Количественное определение дубильных веществ в коре дуба. Качественный анализ

Дубильные вещества - сложные высокомолекулярные природные растительные фенольные соединения, способные осаждать белки и алкалоиды и дубить невыделанную шкуру животных, превращая ее в прочный, неподдающийся гниению продукт - кожу.

Термин «дубильные вещества» был введен французским ученым П. Сегеном в 1796 г.

Таннины, или танниды, - синоним термина «дубильные вещества». Он происходит от латино-кельтского обозначения дуба - «тан» - и широко распространен в научной литературе.

Способность этих веществ «дубить» белки шкур животных, делать их непроницаемыми для воды и устойчивыми к микробному гниению основана на их свойстве взаимодействовать с коллагеном, приводящим к образованию стойких полимерных структур. Дубление - сложный физико-химический процесс, связанный с возникновением водородных, ковалентных и электровалентных связей между молекулами коллагена и фенольными группами дубильных веществ.

Дубящими свойствами обладают только многоядерные фенолы, содержащие более одной ОН-группы. Это крупные фенольные молекулы с молекулярной массой от 300 до 500 и иногда до 20 000. Фенолы одноядерные и не содержащие многочисленных ОН-групп лишь адсорбируются на белках, но не могут образовать перекрестные связи между собой и белковыми группами, «сшивать» мономерные белковые группы. Они в той или иной степени инактивируют ферментные белки, но не вызывают фенол-белковых сцепок в коллагене - основном белковом компоненте шкур. Поэтому низкомолекулярные фенолы имеют лишь вяжущий вкус, их еще называют пищевыми (чайными) таннинами.

Классификация

Первая попытка классификации дубильных веществ была предпринята шведским химиком И. Берцелиусом, который разделил эти вещества на две группы по их способности давать с солями Fe (III) черные соединения зеленоватого или синеватого оттенка. Впоследствии эта простая классификация дубильных веществ легла в основу более точной научной классификации, предложенной К. Фрейденбер-
гом. Он стал делить дубильные вещества в зависимости от их способности гидролизоваться под действием кислот (или ферментов) на две группы:

1) гидролизуемые дубильные вещества:

Галлотаннины;

Эллаготаннины;

Депсиды, или несахарные эфиры карбоновых кислот;

2) негидролизуемые (конденсированные) дубильные вещества, или флоба- фены, которые подразделяют на производные:

Катехинов (флаван-3-олов);

Лейкоантоцианидинов (флаван-3,4-диолов);

Гидростильбенов.

Гидролизуемые дубильные вещества. Галлотаннины - сложные эфиры гексоз (обычно D-глюкозы) и галловой кислоты. В глюкозе имеется пять ОН-групп, благодаря которым могут образовываться моно-, ди-, три-, тетра-, пента- и полигаллоильные эфиры. Представителем группы полигаллоильных эфиров является китайский таннин, который получают из листьев и образующихся на них наростов (галлов) сумаха полукрылатого (Rhus semialata Murr.). Представителем многогаллоильных эфиров является P-D-глюкогаллин, выделенный из корня ревеня и листьев эвкалипта.

Эллаготаннины - эфиры D-глюкозы и гексадифеноловой, хебуловой и других кислот, образующихся вместе c эллаговой кислотой. Эллаготаннины найдены в коре плодов граната, кожуре грецкого ореха, коре дуба, соплодиях ольхи. В растениях присутствует обычно не эллаговая, а гексагидроксидифеновая кислота.

При кислотном гидролизе дубильных веществ эта кислота превращается в дилак- тон - эллаговую кислоту.

Депсиды представляют собой эфиры галловой кислоты с хинной, хлорогено- вой, кофейной, гидроксикоричной кислотами, атакже флаванами. Эфиры галловой кислоты и катехинов находятся в листьях чая. Из листьев зеленого чая выделен теогаллин.

Теогаллин (депсид)

Преимущественно гидролизуемые дубильные вещества содержат такие ЛР, как скумпия кожевенная, сумах дубильный, горец змеиный, бадан толстолистный, кровохлебка лекарственная, ольха черная и о. серая.

Преимущественно конденсированные дубильные вещества содержат дуб обыкновенный, лапчатка прямостоячая, черника обыкновенная, черемуха обыкновенная.

Негидролизуемые дубильные вещества. Представляют собой олигомеры и полимеры катехинов, лейкоантоцианидинов и гидроксистильбенов, где звенья связаны друг с другом прочными углерод-углеродными связями в положениях С2-С6, С2-С8, С4-С8, С5-С2. Кроме того, они никогда не содержат остатков сахара.

При образовании конденсированных дубильных веществ разрывается пира- новое кольцо катехина (лейкоантоцианидина) и С2-атом соединяется С-С-свя- зью с С6-атомом другой молекулы катехина (лейкоантоцианидина). Конденсированные дубильные вещества не распадаются под действием кислот; наоборот, они имеют тенденцию из олигомеров превращаться в более длинные полимеры (полимеризация в кислоте) с образованием аморфных, часто окрашенных в красный цвет соединений - флобафенов. Образование конденсированных дубильных веществ происходит в живом растении в процессе биосинтеза и после его смерти - при технологической обработке древесины.

Образование конденсированных дубильных веществ из мономеров

Физико-химические свойства

По физико-химическим свойствам дубильные вещества представляют собой аморфные соединения желтоватого или бурого цвета.

Природные дубильные вещества имеют среднюю молекулярную массу 500-5000, но отдельные соединения - до 20 000. При нагревании до 180-200 °С дубильные вещества (не плавясь) обугливаются, выделяя пирогаллол или пирокатехин. Растворяются во многих органических растворителях (ацетон, этанол, этилацетат, пиридин), но не в хлороформе, петролейном эфире, бензоле. Также хорошо растворимы в воде, лучше горячей. При растворении в воде дают коллоидные растворы слабокислой реакции. С солями тяжелых металлов образуют окрашенные комплексы. Осаждаются растворами аминокислот, белков, алкалоидов. Многие дубильные вещества - оптически активные соединения. Обладают вяжущим вкусом. Легко окисляются на воздухе, приобретая красно-бурую окраску, иногда темно-коричневую. Присутствие гидроксидов щелочных металлов сильно ускоряет процесс окисления дубильных веществ. Гидролизуемые дубильные вещества под действием кислот или ферментов распадаются на органические кислоты и глюкозу.

Выделение из ЛРС

Дубильные вещества - это смесь различных полифенолов, имеющих сложную структуру, очень лабильных, поэтому выделение и анализ отдельных компонентов дубильных веществ представляет большие трудности. Для получения суммы дубильных веществ ЛРС экстрагируют горячей водой, охлаждают, а затем экстракт обрабатывают последовательно:

1) петролейным эфиром или бензолом (для очистки от хлорофилла, терпе- ноидов, липидов);

2) диэтиловым эфиром, который извлекает катехины, оксикоричные кислоты и другие фенольные соединения;

3) этилацетатом, в который переходят лейкоантоцианидины, эфиры оксико- ричной кислоты и др.

Оставшееся водное извлечение с дубильными веществами и другими фенольными соединениями и фракциями 2 и 3 (диэтилового эфира и этилацетата) разделяют на индивидуальные компоненты с помощью различных видов хроматографии. Используют:

Адсорбционную хроматографию на колонках целлюлозы, полиамида (иногда вместо полиамида используют гольевый порошок);

Распределительную хроматографию на колонках силикагеля;

Ионообменную хроматографию;

Гель-фильтрацию на колонках сефадекса и др.

Идентификация индивидуальных дубильных веществ основана на сравнении Rf в хроматографических методах (на бумаге, в тонком слое сорбента), спектральных исследованиях, качественных реакциях и изучении продуктов расщепления (для гидролизуемых дубильных веществ).

Качественное выделение дубильных веществ

Качественные реакции определения дубильных веществ можно разделить на две группы:

1) общие (осаждения) - для обнаружения присутствия дубильных веществ;

2) групповые (цветные) - для установления принадлежности дубильных веществ к определенной группе.

Прежде всего для проведения качественных реакций готовят водное извлечение дубильных веществ из ЛРС.

Дубильные вещества обнаруживают, используя следующие реакции:

Соединяя с 1 % раствором желатина в 10 % растворе NaCl. Появляется муть, исчезающая при добавлении избытка желатина. Реакция специфична;

Осаждая солями алкалоидов (например, сульфатом хинина). Образуется белый осадок;

Соединяя с 5 % раствором дихромата калия (К2Сг2О7). Образуется коричневый осадок или муть. Эта же реакция используется и как гистохимическая для обнаружения локализации дубильных веществ в ЛРС;

Соединяя с раствором основного ацетата свинца: образуется белый осадок;

Соединяя с ванилином (в присутствии 70 % серной или концентрированной хлористо-водородной кислоты) дубильные вещества, содержащие мономеры катехинового типа, развивают красное окрашивание.

Классификацию дубильных веществ проводят с помощью следующих реакций:

С 1 % раствором железоаммонийных квасцов (или другими источниками ионов Fe3+): гидролизуемые дубильные вещества дают черно-синее окрашивание, а конденсированные - черно-зеленое;

С 10 % раствором среднего ацетата свинца в 10 % уксусной кислоте: гидролизуемые дубильные вещества выпадают в белый хлопьевидный осадок, а конденсированные остаются в растворе и их можно также затем определить (например, по зеленовато-черному окрашиванию с Fe3+);

Со смесью из 40 % раствора формальдегида и концентрированной HCl: конденсированные дубильные вещества выпадают в осадок, а гидролизуемые остаются в водном растворе (что можно установить по синевато-черному окрашиванию в дополнительном тесте с Fe3+);

С кристалликами NaNO2 и раствором 0,1 М HCl: при наличии в экстракте ЛРС дубильных веществ появляется коричневое окрашивание;

С раствором HCl и добавлении 1 % раствора (или кристалликов) ванилина гидролизуемые дубильные вещества, состоящие из мономеров катехинов, при нагревании дают ярко-красное окрашивание. Гидролизуемые дубильные вещества, состоящие из мономеров лейкоантоцианидинов, можно обнаружить, нагревая извлечение с раствором HCl: появляется красное окрашивание (за счет образования анто- цианидинов, дающих красное окрашивание в кислых значениях рН);

При добавлении бромной воды и нагревании конденсированные дубильные вещества в экстракте из ЛРС выпадают в осадок.

При хроматографическом определении дубильных веществ этанольный экстракт из ЛРС наносят на стартовую линию хроматографической пластинки «Си- луфол», помещают в хроматографическую камеру (с соответствующими растворителями, указанными в НД), а после проведения разделения пластинку просматривают в УФ-свете и отмечают, что некоторые производные катехинов имеют голубую флуоресценцию, которая усиливается при обработке хроматограмм 1 % раствором ванилина в концентрированной HCl. После выдерживания хроматограмм в парах HCl с последующим нагреванием в сушильном шкафу при температуре 105 °С в течение 2 мин дубильные вещества лейкоантоцианидинового типа переходят в антоцианидины розового или красно-фиолетового цвета.

Количественное определение дубильных веществ

Методы количественного определения дубильных веществ в ЛРС можно разделить на гравиметрические, титриметрические и физико-химические.

Гравиметрические методы основаны на количественном осаждении дубильных веществ солями тяжелых металлов, желатиной или адсорбцией гольевым порошком. Методы осаждения дубильных веществ ацетатом меди или желатиной потеряли свое значение.

Однако весовой единый метод (ВЕМ) применяется в кожевенной промышленности. Метод основан на способности дубильных веществ давать прочные соединения с коллагеном кожи. Для этого полученное водное извлечение из ЛРС делят на две равные части. Одну часть выпаривают, высушивают и взвешивают; вторую обрабатывают гольевым (кожным) порошком, фильтруют. Фильтрат выпаривают, высушивают и взвешивают. По разности сухих остатков 1-й и 2-й частей (т. е. контроля и опыта) определяют содержание дубильных веществ в растворе.

Титриметрическийметод, включенный в ГФ РБ (вып. 2, с. 348), именуемый методом Левенталя - Нейбауэра, основан на окислении фенольных ОН-групп перманганатом калия ^MnO4) в присутствии индигосульфокислоты, являющейся регулятором и индикатором реакции. После полного окисления дубильных веществ начинает окисляться индигосульфокислота до изатина, в результате чего окраска раствора из синей переходит в золотисто-желтую.

Другой титриметрический метод определения дубильных веществ - метод осаждения таннина сульфатом цинка с последующим комплексонометрическим титрованием трилоном Б в присутствии ксиленового оранжевого (используется, в частности, для определения таннина в листьях сумаха дубильного и скумпии кожевенной).

Физико-химические методы определения дубильных веществ:

Колориметрические - связаны со способностью дубильных веществ давать окрашенные соединения с фосфорно-молибденовой или фосфорно-вольфрамовой кислотами в присутствии Na2CO3 или с реактивом Фолина - Дениса (на фенолы). ГФ РБ (т. 1; 2.8.14) предлагает фотоколометрическое определение экстрагированных из ЛРС в водный раствор дубильных веществ с раствором фосфорно-молибденового реагента в присутствии натрия карбоната при длине волны 760 нм;

Хромато-спектрофотометрические и нефелометрические методы, которые используют главным образом в научных исследованиях.

Распространение в растительном мире, условия образования и роль в растениях

Дубильные вещества широко распространены в растительном мире. Они встречаются в грибах, водорослях, папоротниках, хвощах, мхах, плаунах, у высших растений (покрыто- и голосеменных). Многие хвойные накапливают достаточно большое количество дубильных веществ. Максимальное их накопление обнаружено у отдельных представителей двудольных растений, тогда как у однодольных оно отмечено лишь у некоторых семейств. Низкое содержание дубильных веществ у злаков. У двудольных некоторые семейства (например, Розоцветные, Гречишные, Бобовые, Ивовые, Сумаховые, Буковые, Вересковые) насчитывают многие роды и виды, где содержание таннидов доходит до 20-30 % и более. Наивысшее содержание дубильных веществ выявлено в патологических образованиях - галлах (до 60-80 %). Древесные формы богаче дубильными веществами, чем травянистые. Дубильные вещества неравномерно распределены по органам и тканям растений. Они накапливаются главным образом в коре и древесине деревьев и кустарников, а также в подземных частях травянистых многолетников; зеленые части растений значительно беднее дубильными веществами. В частности, дубильные вещества накапливаются:

В подземных органах (лапчатка прямостоячая, кровохлебка лекарственная, бадан толстолистный);

Коре (дуб обыкновенный);

Траве (виды зверобоя);

Плодах (черника обыкновенная, черемуха обыкновенная, ольха клейкая и

о. серая);

Листьях (сумах дубильный, скумпия кожевенная).

Дубильные вещества аккумулируются в вакуолях, а при старении клеток адсорбируются на клеточных стенках. Чаще всего в растениях встречается смесь гидролизуемых и конденсированных дубильных веществ с преобладанием соединений той или иной группы.

Содержание дубильных веществ в растениях изменяется в зависимости от периода вегетации и возраста растений. Их накопление одновременно сопровождается резким увеличением массы корневых систем. С возрастом растений количество дубильных веществ в них уменьшается. Период вегетации влияет не только на количественный, но и на качественный состав дубильных веществ.

Растущие на солнце растения накапливают больше дубильных веществ, чем растущие в тени (так, в тропических растениях их образуется значительно больше, чем в растениях умеренных широт). На содержание дубильных веществ в растениях влияет также высота над уровнем моря, время года - особенно в областях с резко выраженной сезонностью климата. Содержание дубильных веществ зависит как от климатических, почвенных, так и от генетических (наследственных) факторов растения.

Установлено, что большинство дубильных веществ в листьях находится в клетках паренхимы, окружающих жилку, т. е. дубильные вещества образуются в листьях и оттуда проходят в клетки флоэмы проводящих пучков, по которым разносятся по всему растению. Обладая бактерицидными свойствами (благодаря своей фенольной природе), они препятствуют гниению древесины и являются веществами, защищающими растения от вредителей и возбудителей заболеваний. Дубильные вещества также участвуют в процессах метаболизма растений. Они откладываются как запасные продукты, которые могут использоваться затем при весеннем пробуждении и нарастании вегетативных органов.

Биомедицинское действие и применение

Дубильные вещества и содержащие их ЛР применяют в основном в качестве вяжущих, противовоспалительных и кровоостанавливающих средств.

Растворы таннидов связываются с белками кожи, образуя непроницаемую для воды пленку. На этом основано их медицинское применение в виде вяжущих средств, так как образующаяся на слизистых оболочках пленка препятствует дальнейшему воспалению, а нанесенные на рану, они свертывают кровь и поэтому действуют как местные кровоостанавливающие средства. Свойство образования пленки на языке обусловливает характерный вяжущий вкус дубильных веществ.

Как вяжущие средства;

Кровоостанавливающие средства;

Противовоспалительные средства;

Антимикробные средства;

а также в качестве:

P-витаминных и антисклеротических средств (гидролизуемые и конденсированные дубильные вещества);

Антиоксидантов и гипооксантов (конденсированные дубильные вещества);

Противоопухолевых средств (конденсированные дубильные вещества);

Противоядия при отравлении гликозидами, алкалоидами и солями тяжелых металлов (дубильные вещества).

Показано, что большие дозы дубильных веществ оказывают противоопухолевое действие, средние - радиосенсибилизирующее, малые - противолучевое.

Широкое применение дубильные вещества находят также в кожевенной, коньячной и пищевой промышленности.

Заготовка ЛРС, содержащего дубильные вещества

Заготовку проводят в период максимального содержания дубильных веществ. Сушат быстро при температуре 50-60 °С, так как продолжительное хранение свежего сырья ведет к гидролитическому расщеплению гидролизуемых и конденсированных дубильных веществ под влиянием ферментов. Высушенное ЛРС хранят цельным в сухом помещении в упакованном виде. При хранении измельченного ЛРС повышается скорость окисления дубильных веществ, изменяется цвет.

text_fields

text_fields

arrow_upward

Дубильные вещества (танниды) — это сложные смеси растительных высокомолекулярных полимеров фенольных соединений с молекулярной массой от 300 до 5000 (порядка 500-3000), обладающие вяжущим вкусом, способные образовывать прочные связи с белками, превращая невыделанную шкуру животных в дубленую кожу.

Сущность процесса дубления заключается в образовании прочных водородных связей между фенольными гидроксилами дубильных веществ и молекулами белка коллагена. В результате возникает прочная поперечно связанная структура — кожа, устойчивая к воздействию тепла, влаги, микроорганизмов, ферментов, т.е. не поддающаяся гниению.

Полифенольные соединения с более низкой молекулярной массой (менее 300) только адсорбируются на белках, но не способны образовывать устойчивые комплексы, и в качестве дубителей не используются. Высокомолекулярные полифенолы (с молекулярной массой более 5000) также не являются дубителями, так как их молекулы слишком велики и не проникают между фибриллами коллагена.

Таким образом, главное отличие дубильных веществ от других полифенольных соединений — это способность образовывать прочные водородные связи с белками.

Термин «дубильные вещества» был впервые использован французским ученым Сегеном в 1796 году для обозначения присутствующих в экстрактах некоторых растений веществ, способных осуществлять процесс дубления. Другое название дубильных веществ – «танниды» происходит от латинизированной формы кельтского названия дуба – «tan », кору которого издавна использовали для обработки кож.

Первые научные исследования в области химии дубильных веществ относятся ко второй половине XVIII века. Они были вызваны практическими запросами кожевенной промышленности. Первая опубликованная работа — работа Гледича (1754 г.) «Об использовании плодов черники как сырья для получения дубильных веществ». Первой монографией была монография Деккера, вышедшая в 1913 году, которая обобщала весь накопленный материал по дубильным веществам. Поиском, выделением и установлением структуры дубильных веществ занимались отечественные ученые Л.Ф. Ильин, A.Л. Курсанов, М.Н. Запрометов, Ф.М. Флавицкий, Г. Поварнин, А.И. Опарин и др.; зарубежные ученые Г. Проктер, К. Фрейденберг, Э. Фишер, П. Каррер и др.

Распространение в растительном мире

text_fields

text_fields

arrow_upward

Дубильные вещества широко распространены в живой природе. Встречаются преимущественно в растениях, обнаружены также в водорослях, грибах и лишайниках. Наиболее распространены дубильные вещества среди представителей двудольных, в которых они накапливаются в максимальных количествах. Однодольные обычно не содержат дубильных веществ, в папоротниках дубильные вещества встречаются, а у хвощей, мхов, плаунов их практически нет, или они находятся в минимальных количествах.

Наиболее высоким содержанием дубильных веществ отличаются семейства:

• сумаховые — Anacardiaceae (сумах дубильный, скумпия кожевенная);
• розоцветные — Rosaceae (кровохлебка лекарственная, лапчатка прямостоячая);
• буковые — Fagaceae (дуб обыкновенный (д. черешчатый) и д. скальный);
• гречишные — Polygonaceae (змеевик большой и з. мясо-красный);
• вересковые — Еricасеае (толокнянка, брусника);
• березовые — Betulaceae (ольха серая и о. клейкая) и др.

Роль для жизни растений

text_fields

text_fields

arrow_upward

Биологическая роль для жизни растений до конца не выяснена. Существует несколько гипотез:

1. дубильные вещества — отбросы жизнедеятельности растительных организмов;
2. дубильные вещества — одна из форм запасных питательных веществ. На это указывает их локализация в подземных органах и коре;
3. дубильные вещества выполняют защитную функцию, т.к. при повреждении растений они образуют комплексы с белками, которые создают защитную пленку, препятствующую проникновению фитопатогенных организмов. Обладают бактерицидными и фунгицидными свойствами;
4. дубильные вещества участвуют в окислительно-восстановительных процессах, являются переносчиками кислорода в растениях.

Биосинтез, локализация и накопление дубильных веществ в растениях

text_fields

text_fields

arrow_upward

Биосинтез гидролизуемых дубильных веществ идет по шикиматному пути, конденсированные дубильные вещества образуются по смешанному пути (шикиматному и ацетатно-малонатному).

Дубильные вещества находятся в растворенном состоянии в вакуолях растительных клеток, при старении клеток адсорбируются на клеточных стенках. Локализуются в клетках эпидермиса, обкладочных клетках, окружающих проводящие пучки (жилки листьев), в паренхимных клетках сердцевинных лучей, коры, древесины и флоэмы.

Дубильные вещества в больших количествах накапливаются, главным образом, в подземных органах многолетних травянистых растений (корневища бадана, змеевика, лапчатки, корневища и корни кровохлебки), в коре и древесине деревьев и кустарников (кора дуба, калины), в плодах (плоды черемухи, черники, соплодия ольхи), реже в листьях (листья скумпии, сумаха, чая).

Накопление таннидов зависит от генетических факторов, климатических и экологических условий. У травянистых растений, как правило, минимальное количество дубильных веществ отмечается весной в период отрастания побегов, затем их содержание увеличивается и достигает максимума в период бутонизации и цветения (например, корневища лапчатки). К концу вегетации количество дубильных веществ постепенно снижается. У кровохлебки максимум дубильных веществ накапливается в фазу развития розеточных листьев, в фазу цветения их содержание снижается, а осенью вновь увеличивается. Фаза вегетации влияет не только на количество, но и на качественный состав дубильных веществ. Весной, в период сокодвижения в коре деревьев и кустарников и в фазу отрастания побегов у травянистых растений преимущественно накапливаются гидролизуемые танниды, а осенью в фазу отмирания растений — конденсированные танниды и продукты их полимеризации — флобафены (красени).

Наиболее благоприятными для накопления таннидов являются условия умеренного климата (лесная зона и высокогорный альпийский пояс).

Наибольшее содержание дубильных веществ отмечено у растений, произрастающих на плотных известковых почвах, на рыхлых черноземных и песчаных почвах их содержание меньше. Способствуют накоплению дубильных веществ почвы, богатые фосфором, богатые азотом почвы снижают содержание таннидов.

Заготовка, сушка и хранение сырья, содержащего дубильные вещества

text_fields

text_fields

arrow_upward

Заготовку лекарственного растительного сырья, содержащего дубильные вещества, проводят по общим правилам. Однако имеются некоторые исключения из правил:

• корневища лапчатки заготавливают летом, во время цветения, т.к. содержание конденсированных дубильных веществ в них достаточно большое, а также учитывают то обстоятельство, что после отцветания растения и увядания его надземной части, осенью, лапчатку практически невозможно обнаружить в травостое болотистых мест;
• корневища змеевика выкапывают сразу после отцветания растения;
• корневища и корни кровохлебки надо выкапывать в период плодоношения, когда темно-красные соцветия легко заметны в травостое;
• соплодия ольхи собирают поздней осенью или зимой, когда не мешают листья.

Сушат собранное сырье в сушилках при температуре не выше 60 ºС (40-60 ºС). При естественной сушке сырье раскладывают тонким слоем на открытом воздухе или в закрытом проветриваемом помещении.

Сырье можно сушить на солнце, т.к. дубильные вещества не разлагаются под действием ультрафиолетовых лучей.

Хранить сырье, содержащее дубильные вещества, следует по общим правилам. Плоды черемухи и черники хранят отдельно, вместе с другими плодами. Соплодия ольхи хранят вместе со всеми видами сырья, т.к. соплодия деревянистые и, как показал опыт, не подвергаются порче амбарными вредителями.

Физические и химические свойства

text_fields

text_fields

arrow_upward

Дубильные вещества выделяются из растительного сырья в виде смеси полимеров и представляют собой аморфные вещества желтого или желто-бурого цвета, без запаха, вяжущего вкуса, очень гигроскопичные. Хорошо растворяются в воде (особенно в горячей) с образованием коллоидных растворов, растворимы также в спиртах этиловом и метиловом, ацетоне, этилацетате, бутаноле, пиридине. Нерастворимы в хлороформе, бензоле, диэтиловом эфире и других неполярных растворителях, оптически активны.

Легко окисляются на воздухе. Способны образовывать прочные межмолекулярные связи с белками и другими полимерами (пектиновые вещества, целлюлоза и др.). Под действием ферментов и кислот гидролизуемые дубильные вещества распадаются на составные части, конденсированные дубильные вещества — полимеризуются.

Из водных растворов осаждаются желатином, алкалоидами, свинца основного ацетатом, калия бихроматом, кардиотоническими гликозидами.

Как вещества фенольной природы, дубильные вещества легко окисляются калия перманганатом в кислой среде и другими окислителями, образуют окрашенные комплексы с солями тяжелых металлов, трехвалентного железа, бромной водой.

Способны легко адсорбироваться на кожном порошке, целлюлозе, вате.

Анализ сырья, содержащего дубильные вещества

text_fields

text_fields

arrow_upward

Для получения суммы дубильных веществ растительное сырье экстрагируют горячей водой в соотношении 1:30 или 1:10.

Качественный анализ

Используют качественные реакции (осаждения и цветные) и хроматографическое исследование.

I. Общие реакции осаждения – для обнаружения дубильных веществ в сырье:

1. Специфической реакцией является реакция осаждения желатином, используют 1 % раствор желатина на 10 % растворе натрия хлорида. Появляется хлопьевидный осадок или муть, исчезающие при добавлении избытка желатина. Отрицательная реакция с желатином свидетельствует об отсутствии дубильных веществ.
2. Реакция с солями алкалоидов, используют 1 % раствор хинина хлорида. Появляется аморфный осадок за счет образования водородных связей между гидроксильными группами дубильных веществ и атомами азота алкалоида.

Эти реакции дают одинаковый эффект независимо от группы таннидов. Ряд реакций позволяют определить принадлежность дубильных веществ к определенной группе.

II. Групповые качественные реакции на дубильные вещества:

№	Реактив	Гидролизуемые танниды	Конденсированные танниды
1	разбавленная кислота серная	гидролиз	красно-коричневые флобафены (красени)
2	бромная вода (5г брома в 1 л воды)	———	оранжевый или желтый осадок
3	1 % раствор квасцов железоаммонийных (железа окисного хлорид не используют, т.к. его раствор имеет кислую реакцию среды)	черно-синее окрашивание или осадок	черно-зеленое окрашивание или осадок
4	10 % раствор свинца среднего ацетата (одновременно добавляют 10 % раствор кислоты уксусной)	белый осадок, нерастворимый в кислоте уксусной (осадок отфильтровывают и в фильтрате определяют содержание конденсированных таннидов, с 1 % раствором квасцов железоаммонийных — черно-зеленое окрашивание)	белый осадок, растворимый в кислоте уксусной
5	проба Стиасни (40 % раствор формальдегида с концентрированной кислотой хлористоводородной)	———	осадок кирпично-красного цвета (осадок отфильтровывают и в фильтрате определяют содержание гидролизуемых таннидов, в нейтральной среде с 1 % раствором квасцов железоаммонийных — черно-синее окрашивание)
6	1 % раствор ванилина в концентрированной кислоте хлористоводородной	———	оранжево-красное окрашивание (катехины)

Реакция с 1 % спиртовым раствором квасцов железоаммонийных включена во все нормативные документы на лекарственное сырье как реакция для определения их подлинности. Реакция рекомендована ГФ XI и проводится как с отваром из сырья (кора дуба, корневища змеевика, соплодия ольхи, плоды черники), так и для открытия дубильных веществ непосредственно в сухом сырье (кора дуба, кора калины, корневища бадана).

Количественное определение

Известно около 100 различных методов количественного определения дубильных веществ, которые можно разделить на следующие основные группы.

1. Гравиметрические , или весовые методы — основаны на количественном осаждении дубильных веществ желатином, ионами тяжелых металлов или адсорбцией кожным (гольевым) порошком.

Для технических целей во всем мире стандартным является гравиметрический метод с применением гольевого порошка — весовой единый метод (ВЕМ).

Водный экстракт дубильных веществ делят на две равные части. Одну часть экстракта выпаривают и высушивают до постоянной массы. Другую часть экстракта обрабатывают кожным порошком и фильтруют. Дубильные вещества адсорбируются на кожном порошке и остаются на фильтре. Фильтрат и промывные воды выпаривают и высушивают до постоянной массы. Содержание дубильных веществ рассчитывают по разнице в массе сухих остатков.

Метод неточный, т.к. кожный порошок адсорбирует и низкомолекулярные фенольные соединения, довольно трудоемкий и дорогой.

1. Титриметрические методы. К ним относятся:

а) Желатиновый метод — основан на способности дубильных веществ образовывать нерастворимые комплексы с белками. Водные извлечения из сырья титруют 1 % раствором желатина, в точке эквивалентности комплексы желатинотаннаты растворяются в избытке реактива. Титр устанавливают по чистому таннину. Точку эквивалентности определяют путем отбора наименьшего объема титрованного раствора, вызывающего полное осаждение дубильных веществ.

Метод наиболее точный, т.к. позволяет определить количество истинных дубильных веществ. Недостатки: длительность определения и трудность установления точки эквивалентности.

б) Перманганатометрический метод (метод Левенталя-Нейбауера в модификации А.Л. Курсанова). Это фармакопейный метод, основан на легкой окисляемости дубильных веществ калия перманганатом в кислой среде в присутствии индикатора и катализатора индигосульфокислоты, которая в точке эквивалентности переходит в изатин, и цвет раствора меняется от синего до золотисто-желтого.

Особенности определения, позволяющие оттитровать только макромолекулы дубильных веществ: титрование проводится в сильно разбавленных растворах (извлечение разбавляется в 20 раз) при комнатной температуре в кислой среде, калия перманганат добавляется медленно, по каплям, при интенсивном перемешивании.

Метод экономичный, быстрый, прост в исполнении, но недостаточно точный, т.к. калия перманганат окисляет частично и низкомолекулярные фенольные соединения.

1. Физико-химические методы.

а) Фотоэлектроколориметрические методы основаны на способности дубильных веществ образовывать окрашенные соединения с солями трехвалентного железа, кислотой фосфорно-вольфрамовой, реактивом Фолина-Дениса и др.

б) Хроматоспектрофотометрические и нефелометрические методы используют в научных исследованиях.

Пути использования сырья, медицинское применение, препараты

text_fields

text_fields

arrow_upward

Кроме источников промышленного получения медицинского таннина, все изучаемые объекты включены в приказ № 79 от 18.03.97 г., разрешающий безрецептурный отпуск сырья из аптек.

В экстемпоральной рецептуре и в домашних условиях сырье используют в виде отваров и в составе сборов.

Галеновые препараты не выпускаются (жидкие экстракты корневищ бадана и корневищ и корней кровохлебки в настоящее время исключены из Государственного реестра).

Из листьев скумпии кожевенной, сумаха дубильного, галлов китайских и турецких получают таннин и комбинированные препараты «Танальбин» (комплекс таннина с белком казеином) и «Тансал» (комплекс танальбина с фенилсалицилатом). Из соплодий ольхи получен препарат «Альтан».

Сырье и препараты, содержащие дубильные вещества, применяются наружно и внутрь как

• вяжущие,
• противовоспалительные,
• бактерицидные и
• кровоостанавливающие средства.

Действие основано на способности дубильных веществ связываться с белками с образованием плотных альбуминатов. При соприкосновении с воспаленной слизистой оболочкой или раневой поверхностью образуется тонкая поверхностная пленка, защищающая от раздражения чувствительные нервные окончания. Происходит уплотнение клеточных мембран, сужение кровеносных сосудов, уменьшается выделение экссудатов, что приводит к уменьшению воспалительного процесса.

Благодаря способности дубильных веществ образовывать осадки с алкалоидами, кардиотоническими гликозидами, солями тяжелых металлов, их используют как противоядия при отравлении этими веществами.

Наружно

• при заболеваниях полости рта, зева, гортани (стоматиты, гингивиты, фарингиты, ангины), а также
• при ожогах применяют отвары коры дуба, корневищ бадана, змеевика, лапчатки, корневищ и корней кровохлебки, таннин, «Альтан».

Внутрь

• при желудочно-кишечных заболеваниях (колитах, энтероколитах, поносах, дизентерии) применяют препараты таннина («Танальбин», «Тансал»), «Альтан», отвары плодов черники, черемухи (особенно в детской практике), соплодий ольхи, корневищ бадана, змеевика, лапчатки, корневищ и корней кровохлебки.

Как кровоостанавливающие средства

• при маточных, желудочных и геморроидальных кровотечениях применяют отвары коры калины, корневищ и корней кровохлебки, корневищ лапчатки, соплодий ольхи.

Отвары готовят в соотношении 1:5 или 1:10 .

Нельзя применять очень концентрированные отвары , так как при этом пленка альбуминатов высыхает, появляются трещины, и возникает вторичный воспалительный процесс.

Экспериментально установлено противоопухолевое действие дубильных веществ водного экстракта перикарпия плодов гранатника (при лимфосаркоме, саркоме и других заболеваниях) и препарата «Ханерол», полученного на основе эллаготаннинов и полисахаридов соцветий кипрея узколистного (иван-чая) (при раке желудка и легких).

Выходные данные сборника:

МЕТОДЫ КОЛИЧЕСТВЕННОГО ОПРЕДЕЛЕНИЯ ДУБИЛЬНЫХ ВЕЩЕСТВ В ЛЕКАРСТВЕННОМ РАСТИТЕЛЬНОМ СЫРЬЕ

Михайлова Елена Владимировна

канд. биол. наук, ассистент ВГМА им. Н.Н. Бурденко,

г. Воронеж

E-mail: milenok 2007@ rambler. ru

Васильева Анна Петровна

Мартынова Дарья Михайловна

студент ВГМА им. Н.Н. Бурденко, г. Воронеж

E-mail: darjamartynova 92@ rambler. ru

Дубильные вещества (ДВ) - весьма распространённая группа биологически активных веществ (БАВ) растений, обладающая различными фармакологическими свойствами, чем и обусловлено их широкое применение в медицине. Поэтому весьма актуальна проблема определения доброкачественности лекарственных средств и лекарственного растительного сырья (ЛРС), содержащего данную группу БАВ. Одним из основных методов установления доброкачественности ЛРС является количественный фитохимический анализ. В настоящее время существует несколько методик, позволяю­щих провести данный вид анализа ЛРС, содержащего ДВ, нолитера­турные данные разрозненны. В связи с вышесказанным необходима систематизация методов количественного анализа ДВвЛРС.

Классическими методами определения содержания ДВ являются гравиметрический (весовой) и титриметрический методы. В основе весового метода лежит свойство ДВ осаждаться желатином, ионами тяжелых металлов, кожным (гольевым) порошком. Первым этапом является определение массы сухого остатка в водном извлечении из ЛРС. При этом извлечение высушивают до постоянной массы. Следующий этап - освобождение извлечения от ДВ путем обработки гольевым порошком. При этом выпадает осадок, который затем удаляют фильтрованием, снова определяют количество сухого остатка и по разнице указанных масс сухого остатка устанавливают количество ДВ.

К титриметрическим методам относятся:

1.Титрование раствором желатина. В основе данного метода также лежит свойство ДВ осаждаться белками (желатином). Водные извлечения из сырья титруют 1 % раствором желатина. Титр устанавливают по чистому таннину. Точку эквивалентности устанавливают путем отбора наименьшего объема титранта, вызываю­щего полное осаждение ДВ. Данный метод высокоспецифичный и позволяет установить содержание истинных ДВ, но достаточно долгий в исполнении, а установление точки эквивалентности зависит от человеческого фактора .

2.Перманганатометрическое титрование. Этот метод представ­лен в общей фармакопейной статье и основан на легкой окисляемости ДВ калием марганцовокислым в кислой среде в присутствии индигосульфокислоты. В конечной точке титрования окраска раствора изменяется от синего до золотисто-желтого. Несмотря на экономич­ность, быстроту, простоту выполнения, метод недостаточно точен, что связано с трудностью установления точки эквивалентности, а также с завышением результатов измерения из-за сильной окислительной способности титранта .

3.Комплексонометрическое титрование трилоном Б с предва­рительным осаждением ДВ цинка сульфатом. Метод используется для количественного определения танина в сырье сумаха дубильного и скумпии кожевенной. В качестве индикатора применяют ксиленоловый оранжевый .

К физико-химическим методам количественного определения ДВ в ЛРС относятся фотоэлектроколориметрический, спектрофотомет­рический, амперометрический метод и метод потенциометрического и кулонометрического титрования.

1.Фотоэлектроколориметрический метод. Основан на способ­ности ДВ образовывать окрашенные химические соединения с солями железа (III), фосфорно-вольфрамовой кислотой, реактивом Фолина-Дениса и другими веществами. К исследуемому извлечению из ЛРС добавляют один из реактивов, после появления устойчивой окраски измеряют оптическую плотность на фотоколориметре. Процентное содержание ДВ определяют по калибровочному графику, постороенному с использованием серии растворов танина известной концентрации .

2.Спектрофотометрическое определение. После получения водного извлечения часть его центрифугируют в течение 5 мин при 3000 об/мин. К центрифугату добавляют 2 % водной раствор аммония молибдата, после чего разбавляют водой и оставляют на 15 мин. Интенсивность образовавшейся окраски измеряют на спектрофотометре при длине волны 420 нм в кювете с толщиной слоя 10 мм. Расчет танидов производят по стандартному образцу. В качестве стандартного образца используют ГСО танина .

3.Хроматографическое определение. Для идентификации конденсированных дубильных веществ получают спиртовое (95 % этиловый спирт) и водное извлечения и проводят бумажную и тонкослойную хроматографию. В качестве стандартного образца используют ГСО катехина . Разделение осуществляют в системах растворителей бутанол - кислота уксусная - вода (БУВ) (40: 12: 28), (4: 1: 2), 5 % уксуснаякислота на бумаге марки “Filtrak” и пластинках “Silufol”. Обнаружение зон веществ на хроматограмме проводят в УФ-свете, с последующей обработкой 1 % раствором железоаммониевых квасцов или 1 % раствором ванилина, концентрированной кислотой хлористоводородной. В дальнейшем возможно проведение количественного анализа путём элюирования с пластины ДВ спиртом этиловым и проведения спектофотометрического анализа, снимая спектр поглощения в интервале 250-420 нм .

4.Амперометрический метод. Сущность метода заключается в измерении электрического тока, возникающего при окислении групп –ОН природных антиоксидантов фенольной природы на поверхности рабочего электрода при определенном потенциале. Предварительно строят графическую зависимость сигнала образца сравнения (кверцетина) от его концентрации и с помощью полученной градуировки рассчитывают содержание фенолов в исследуемых образцах в единицах концентрации кверцетина .

5.Потенциометрическое титрование. Данный вид титрования водного извлечения (в частности, отваров коры дуба) производили раствором калия перманганата (0,02 М), результаты регистрировали с помощью рН-метра (рН-410). Определение конечной точки титрования проводилось по методу Грана с использованием компьютерной программы “GRAN v.0.5” . Потенцио­метрический вид титрования дает более точные результаты, так как при этом точка эквивалентности четко фиксируется, чтоисключает необъективность результатов за счет человеческого фактора.Потенциометрическое титрование особенно актуально по сравнению с индикаторным при исследовании цветных растворов, таких как водные извлечения, содержащие ДВ.

6.Кулонометрическое титрование. Метод количественного определения содержания ДВ в ЛРС в пересчете на танин путем кулонометрического титрования заключается в том, что исследуемое извлечение из сырья вступает в реакцию с кулонометрическим титрантом - гипоиодит-ионами, которые образуются при диспропор­ционировании электрогенерированного йода в щелочной среде. Электрогенерация гипоиодит-ионов осуществляется из 0,1 М раствора йодида калия в фосфатном буферном растворе (рН 9,8) на платиновом электроде при постоянной силе тока 5,0 мА .

Таким образом, для количественного определения ДВ в ЛРС используются такие методы количественного определения ДВ в ЛРС, как титриметрические (в том числе титрование желатином, перманганатом калия, комплексонометрическое титрование трилоном Б, потенциометрическое и кулонометрическое титрование), гравиметрические, фотоэлектроколориметрические, спектрофотомет­рические, амперометрические методы.

Список литературы :

1. Васильева А.П. Изучение динамики содержания дубильных веществ в отваре коры дуба при хранении // Молодёжный инновационный вестник. - 2012. - Т. 1, № 1. - С. 199-200.
2. Государственная Фармакопея СССР, XI издание, вып. 1. - М.: Медицина, 1987. - 336 с.
3. Гринкевич Н.И., Л.Н. Сафронич Химический анализ лекарственных растений. - М., 1983. - 176 с.
4. Ермаков А.И., Арасимович В.В. Определение суммарного содержания дубильных веществ. Методы биологического исследования растений: Уч. Пособие. Л.: Агропромиздат. 1987. - 456 с.
5. Исламбеков Ш.Ю. Каримджанов С.М., Мавлянов А.К. Растительные дубильные вещества // Химия природных соединений. - 1990. - № 3. - C. 293-307.
6. Кемертелидзе Э.П., Явич П.А., Сарабунович А.Г. Количественное определение танина // Фармация. - 1984. № 4. - С. 34-37.
7. Пат. РФ № 2436084 Способ кулонометрического определения содержания дубильных веществ в растительном сырье; заявл. 06.04.2010, опубл. 10.12.2011. [Электронный ресурс]. Режим доступа. URL: http://www.freepatent.ru/patents/2436084 (дата обращения: 02.12.2012).
8. Рябинина Е.И. Сравнение химико-аналитических методов определения танинов и антиоксидантной активности растительного сырья // Аналитика и контроль. - 2011. - Т. 15, № 2. - С. 202-204.
9. Федосеева Л.М. Изучение дубильных веществ подземных и надземных вегетативных органов бадана толстолистного, произрастающего на Алтае. // Химия растительного сырья. - 2005. № 3. С. 45-50.

Владельцы патента RU 2439568:

Изобретение относится к области фармакологии и может быть использовано для определения дубильных веществ в растительном сырье. Способ определения дубильных веществ в растительном сырье заключается в том, что навеску сырья экстрагируют водой при кипячении, охлаждают, фильтруют, измеряют оптическую плотность аликвотной пробы при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание суммы всех дубильных веществ по определенной формуле, далее к аликвотной пробе фильтрата добавляют 1% раствор коллагена в 1% уксусной кислоте, взбалтывают, фильтруют, измеряют оптическую плотность фильтрата при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание осаждаемых дубильных веществ по определенной формуле. Способ позволяет повысить точность определения содержания дубильных веществ в растительном сырье и селективно определить осаждаемые и не осаждаемые дубильные вещества в растительном сырье.

Изобретение относится к химико-фармацевтической промышленности, области фармакогнозии и фармацевтической химии и может быть использовано для контроля качества растительного сырья, содержащего дубильные вещества.

Известен способ определения дубильных веществ в лекарственном растительном сырье (ЛРС) методом кулонометрии в пересчете на таннин (С.Г.Абдуллина и др. Кулонометрическое определение дубильных веществ в лекарственном растительном сырье. // Фармация. №4. - 2010. - С.13-15).

Недостатком данного способа является использование дополнительного оборудования (кулонометра), специфичного титранта (гипойодид калия), который по окислительным свойствам приближается к перманганату калия и не дает возможность дифференцировано определить высоко- и низкомолекулярные дубильные вещества.

Известен также способ определения содержания таннина и производных галловой кислоты в чае методом кондуктометрии (Патент №2127878. Способ раздельного определения таннина и катехинов (в пересчете на галловую кислоту) в чае. М.: 1999 г.).

Недостатком данного способа является применение токсичных органических растворителей (изобутиловый спирт), а также использование цветной реакции с Fe (III), продуктом которой является нестабильное по окраске во времени окрашенное соединение.

Известен также способ количественного определения дубильных веществ в пересчете на таннин в листьях скумпии и сумаха методом комплексонометрии после осаждения дубильных веществ солями цинка (ГОСТ 4564-79. Лист скумпии. Технические условия; ГОСТ 4565-79. Лист сумаха. Технические условия).

Недостатком данного способа является длительность проведения анализа и трудность определения точки эквивалентности.

Известен также способ количественного определения дубильных веществ спектрофотометрическим методом после реакции с реактивом Фолина-Чокальтеу в пересчете на галловую кислоту (Руководство по методам контроля качества и безопасности биологически активных добавок к пище. Руководство. Р 4.1.1672-03. - М. - 2004 г. - с.94-95).

Недостатком данного метода является невозможность раздельного определения низко- и высокомолекулярных дубильных веществ.

Наиболее близким к предлагаемому является способ, заключающийся в том, что дубильные вещества определяют методом спектрофотометрии в пересчете на галловую кислоту (Руководство по методам контроля качества и безопасности биологически активных добавок к пище. Руководство. Р 4.1.1672-03. - М. - 2004 г. - С.120).

Недостатком данного способа является многократное разведение испытуемого образца, в результате которого концентрация дубильных веществ в растворе плохо определима. Также в этом способе раствором сравнения служит буферный раствор, что затрудняет проведение анализа. Кроме того, данный способ не дает возможность раздельно определить содержание низкомолекулярных и высокомолекулярных дубильных веществ.

Задачей изобретения является повышение точности определения дубильных веществ и возможность раздельного определение осаждаемых и не осаждаемых дубильных веществ в растительном сырье.

Поставленная задача решается тем, что навеску сырья экстрагируют водой при кипячении, охлаждают, фильтруют, измеряют оптическую плотность аликвотной пробы при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание суммы всех дубильных веществ по формуле

50 - объем колбы, мл,

W - влажность сырья, %,

к аликвотной пробе фильтрата добавляют 1% раствор коллагена в 1% уксусной кислоте, взбалтывают, фильтруют, измеряют оптическую плотность фильтрата при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание осаждаемых дубильных веществ по формуле

D 1 - оптическая плотность раствора 1,

D 2 - оптическая плотность раствора 2,

m нав - масса навески сырья, г,

V a - объем аликвотной пробы, мл,

250 - общий объем извлечения, мл,

50 - объем колбы, мл,

508 - удельный показатель поглощения галловой кислоты (оптическая плотность 1% раствора галловой кислоты 1 мг/мл),

W - влажность сырья, %.

Практически способ осуществляется следующим образом. Около 2,0 (точная навеска) измельченного сырья, просеянного сквозь сито с диаметром отверстий 3 мм, помещают в колбу вместимостью 500 мл, заливают 250 мл нагретой до кипения воды и кипятят 30 мин с обратным холодильником при периодическом помешивании. Охлаждают до комнатной температуры, доводят водой до 250 мл, процеживают через вату так, чтобы частицы сырья не попали в водное извлечение. Первые 50 мл фильтрата отбрасывают.

1-4 мл водного извлечения помещают в мерную колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 1). Измеряют оптическую плотность раствора 1 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду.

30 мл водного извлечения помещают в мерную емкость вместимостью 50 мл, добавляют 2-10 мл реактива осаждения, взбалтывают 30-60 мин, отстаивают, фильтруют. 1-4 мл полученного фильтрата переносят в колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 2). Измеряют оптическую плотность раствора 2 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду.

Изобретение иллюстрируется следующими примерами.

Пример 1. Для анализа взято растительное сырье - кора дуба.

Около 2,0 (точная навеска) измельченного сырья коры дуба, просеянного сквозь сито с диаметром отверстий 3 мм, помещают в колбу вместимостью 500 мл, заливают 250 мл нагретой до кипения воды и кипятят 30 мин с обратным холодильником при периодическом помешивании. Охлаждают до комнатной температуры, доводят водой до 250 мл, процеживают через вату так, чтобы частицы сырья не попали в водное извлечение. Первые 50 мл фильтрата отбрасывают.

2 мл водного извлечения из коры дуба помещают в мерную колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 1). Измеряют оптическую плотность раствора 1 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду. D 1 для коры дуба равно 0,595.

30 мл водного извлечения помещают в мерную емкость вместимостью 50 мл, добавляют 2 мл реактива осаждения, взбалтывают 30 мин, отстаивают, фильтруют. 2 мл полученного фильтрата переносят в колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 2). Измеряют оптическую плотность раствора 2 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду. D 2 для коры дуба равно 0,276.

Пример 2. Для анализа взято растительное сырье корневища змеевика.

Около 2,0 (точная навеска) измельченного сырья корневища змеевика, просеянного сквозь сито с диаметром отверстий 3 мм, помещают в колбу вместимостью 500 мл, заливают 250 мл нагретой до кипения воды и кипятят 30 мин с обратным холодильником при периодическом помешивании. Охлаждают до комнатной температуры, доводят водой до 250 мл, процеживают через вату так, чтобы частицы сырья не попали в водное извлечение. Первые 50 мл фильтрата отбрасывают.

1 мл водного извлечения из корневища змеевика помещают в мерную колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 1). Измеряют оптическую плотность раствора 1 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду.

30 мл водного извлечения помещают в мерную емкость вместимостью 50 мл, добавляют 7 мл реактива осаждения, взбалтывают 60 мин, отстаивают, фильтруют. 1 мл полученного фильтрата переносят в колбу вместимостью 50 мл, доводят водой до метки (раствор 2). Измеряют оптическую плотность раствора 2 при длине волны 277 нм. В качестве сравнения используют воду.

Предлагаемый способ позволяет повысить точность определения содержания дубильных веществ в растительном сырье и селективно определить осаждаемые и не осаждаемые дубильные вещества в растительном сырье.

Способ определения дубильных веществ в растительном сырье в пересчете на галловую кислоту, заключающийся в том, что навеску сырья экстрагируют водой при кипячении, охлаждают, фильтруют, измеряют оптическую плотность аликвотной пробы при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание суммы всех дубильных веществ по формуле:

где x a - содержание суммы дубильных веществ в пересчете на галловую кислоту, %;




50 - объем колбы, мл;
508 - удельный показатель поглощения галловой кислоты (оптическая плотность 1% раствора галловой кислоты 1 мг/мл);
W - влажность сырья, %,
к аликвотной пробе фильтрата добавляют 1%-ный раствор коллагена в 1%-ной уксусной кислоте, взбалтывают, фильтруют, измеряют оптическую плотность фильтрата при длине волны 277 нм и рассчитывают содержание осаждаемых дубильных веществ по формуле:

где X - содержание осаждаемых дубильных веществ в пересчете на галловую кислоту, %;
D 1 - оптическая плотность раствора 1;
D 2 - оптическая плотность раствора 2;
m нав - масса навески сырья, г;
V a - объем аликвотной пробы, мл;
250 - общий объем извлечения, мл;
50 - объем колбы, мл;
508 - удельный показатель поглощения галловой кислоты (оптическая плотность 1%-ного раствора галловой кислоты 1 мг/мл);
W - влажность сырья, %.

Похожие патенты:

Изобретение относится к медицине, а именно к психоневрологии, и описывает способ прогнозирования восстановления неврологических функций у больных в остром периоде ишемического инсульта путем проведения клинических и биохимических исследований общей концентрации альбумина (ОКА) в сыворотке крови в г/л, где дополнительно на 5-7 день заболевания определяют эффективную концентрацию альбумина (ЭКА), рассчитывают резерв связывания альбумина (РСА) и при величине этого показателя менее единицы прогнозируют отрицательный результат восстановления неврологических функций у больных в остром периоде ишемического инсульта.

Изобретение относится к медицине, к биологическим исследованиям в онкологии, и может быть использовано для определения развития злокачественного процесса при опухолях головного мозга после оперативного лечения.

Изобретение относится к области медицины, конкретно к онкологии, и описывает способ оценки эффективности неоадъювантной химиотерапии рака мочевого пузыря путем исследования пациента, при котором производят регистрацию максимальной интенсивности аутофлюоресценции опухолевых тканей в зеленой области спектра на этапе первичной диагностики и через 1 месяц после проведения предоперационной химиотерапии и при увеличении у пациента значений максимальной интенсивности аутофлюоресценции опухолевой ткани на 15% от исходных и более эффективность лечения оценивают как частичную регрессию опухолевого процесса, при отсутствии изменений показателей интенсивности аутофлюоресценции опухолевой ткани от исходных определяют стабилизацию процесса, при уменьшении показателей интенсивности аутофлюоресценции опухолевой ткани на 15% и более от исходных отмечают прогрессирование опухолевого процесса.